keyboard_arrow_up
febrero 2020

Comportamiento productivo de pollos parrilleros en bienestar animal con y sin promotores de crecimiento.

Vet. Arg. – Vol.  XXXVII –  Nº 382–  Febrero 2020.
Graciela Pascual1, Maximiliano Porreca Oberti,  Santiago Esmoris, Lorena Mellado, Alicia Basilio.

Resumen
El presente trabajo se realizó con el objetivo de mostrar que cuando se respetan las normas básicas de bienestar animal y de bioseguridad los resultados productivos son buenos, sin necesidad de utilizar promotores de crecimiento. Asegurando así, la calidad e inocuidad de los alimentos. Desde la prohibición total del uso de antibióticos como promotores de crecimiento (APC)  por parte de la Unión Europea se buscan alternativas a los mismos y el uso de Probióticos en la avicultura creció en los últimos años debido a los beneficios que en este sentido ofrecen. Se analiza aquí un ensayo en el que se utilizaron Probióticos como alternativa a los APC.Se emplearon 900 pollos Arbor Acres machos distribuidos según diseño en Bloques Generalizados. Las dietas probadas fueron cinco: 1- Control negativo (sin APC y sin Probiótico), 2- Control positivo (con Avilamicina, y sin Probiótico), 3- Probiótico A, 4- Probiótico B y 5-  Probiótico C. Se evaluó el comportamiento productivo a través de: peso vivo, consumo de alimento y conversión alimenticia medidos a los 7,14, 21, 28, 35 y 42 días de edad. Los resultados no muestran diferencias estadísticamente significativas entre las dietas con promotores de crecimiento y el testigo negativo, por lo que se concluye que brindando a los animales buenas condiciones de crianza, éstos mejoran la eficiencia alimenticia expresando todo su potencial genético.
Palabras clave: Bienestar animal, Promotores de crecimiento, Pollos parrilleros

Productive behavior of broilers in animal welfare with and without growth promoters.
Summary
The objective of this work is to show that when basic biosecurity norms are respected and animal welfare is guaranteed, the results in production are good, and that therefore there is no need to use growth promoters. Thus, food safety and its quality are ensured. Since the European Union’s ban on the use of antibiotics as growth promoters (AGP) there has been an increasing search for alternatives, such as the case of probiotics, whose use has grown in poultry farming. This is the analysis of a test of 900 male Arbor-Acres chicks, distributed according to generalized block design. The tested diets were five: 1- Negative control (with no AGP or probiotic), 2- Positive control (with avilamycin, and no probiotic), 3- Probiotic A, 4- Probiotic B, and 5- Probiotic C. The productive behaviour was evaluated considering: live weight, feed intake and feed conversion measured at 7, 14, 21, 28, 35 and 42 days old. The results do not show significant differences between the chicks fed on diets with growth promoters and those fed on the negative control. Therefore, providing animals have good breeding conditions, their feed efficiency improve thus expressing their full genetic potential.
Keywords: animal welfare, growth promoter, broiler.
1Cátedra de Avicultura, Cunicultura y Apicultura. Facultad de Agronomía, Universidad de Buenos Aires Av. San Martin 4453 – C1417DSE – Buenos Aires – Argentina

gpascual@agro.uba.ar

Introducción
La industria avícola es el sector agroindustrial con más avances tecnológicos logrados a nivel mundial. Alcanzar una alta tasa de crecimiento y una alta eficiencia de conversión alimenticia, son los dos objetivos principales que caracterizan a la producción avícola. Este desempeño óptimo de las aves se consigue actualmente gracias al efecto combinado de su potencial genético, la calidad del alimento, la sanidad y el manejo, que contempla, además, el bienestar de las aves. En un futuro cercano, las preferencias emergentes de los consumidores y sus preocupaciones de bienestar asociadas, darán forma a los sistemas de producción avícola (Karcher y  Mench 2018).

Los sistemas intensivos de producción animal aún dependen de los antimicrobianos, con ellos manipulan la microflora intestinal, para mejorar el crecimiento y la eficiencia alimenticia. Ambos estrechamente relacionados con los factores cualitativos y cuantitativos de la carga microbiana del intestino del animal, la estructura morfológica de la pared intestinal y la actividad del sistema inmune (Huyghebaert, 2011). Así, los antibióticos no sólo son utilizados para el control de enfermedades infecciosas bacterianas; sino que también se los utiliza preventivamente y como promotores del crecimiento. El gran estrés que sufren las aves en producción explicaría la necesidad del consumo continuo de antibióticos. Éstos contribuyen a prevenir infecciones subclínicas, aumentando así la productividad. Los principales impactos de los programas sin antibióticos incluyen infecciones neonatales y complicaciones asociadas con la cama húmeda. La revisión de estos problemas requiere ajustes en el manejo y la dieta, y es probable que los problemas de desempeño, de salud y de bienestar excedan los encontrados en programas con acceso irrestricto al uso de APC (Smith 2018).

Los Antibióticos Promotores de Crecimiento (APC) son utilizados en todo el mundo, desde 1950. Se aplican en dosis subterapéuticas durante periodos prolongados para promover el crecimiento. Su uso ha inducido la selección de bacterias resistentes a los antibióticos que se utilizan para tratar infecciones en humanos y en los animales destinados a la alimentación, representando un importante problema de salud pública (Alcaine y col. 2016).

Cámacho Rábago y col (2010) encontraron que el 71% de los aislamientos de Salmonella spp, de vísceras de pollo comercializadas en supermercados de México, fueron resistentes al menos a un antibiótico. El 15.0% de los aislamientos fueron resistentes a estreptomicina, y 12.0 % a tetraciclina. En otro caso donde se analizaron canales de pollo congeladas, en Brasil, la prevalencia fue baja, sin embargo, la proporción de cepas multirresistentes fue alta (Nunes Medeiros y col 2011).

Bager y col (1997), comprobaron la asociación entre el uso del antibiótico Avoparcina como promotor del crecimiento, en granjas avícolas y porcinas, y la aparición de cepas de Enterococcus faecium con alto nivel de resistencia a la Vancomicina (EFRV). La vancomicina, glucopéptido similar a la Avoparcina, había sido el fármaco de elección para el tratamiento de infecciones causadas por enterococos multirresistentes en humanos (Sting y col 2013). Los genotipos de resistencia a glicopéptidos denominados vanA y vanB tienen impacto clínico, en medicina humana, por su capacidad de transferencia entre especies y géneros diferentes. Los determinantes de resistencia vanB residen generalmente en el cromosoma aunque también pueden estar localizados en plásmidos y ser transferibles. La mayoría de las cepas aisladas en Latinoamérica tienen genotipo vanA, aunque Chile y Argentina reportan también casos vanB. Las infecciones por EFRV se producen casi exclusivamente a nivel hospitalario. Tres casos detectados en Uruguay fueron aislados de una colonización urinaria, una infección intraabdominal  polimicrobiana y una endocarditis infecciosa. En Europa, donde se utilizó el glicopéptido avoparcina como promotor de crecimiento en la industria animal, se han identificado EFRV en el tracto intestinal de individuos sanos así como en animales de granja y alimentos procesados. Hallazgos similares, proporcionan evidencia a favor de esta asociación causal y sugieren que los animales destinados al consumo constituyen un reservorio potencial de infección para EFRV en los seres humanos (Bazet, 2005). El uso intensivo de avoparcina como antimicrobiano promotor del crecimiento, hasta su prohibición en 1997, es responsable de la aparición de la resistencia cruzada contra la vancomicina en enterococos de origen animal (Sting y col 2013). La vancomicina y la avoparcina tienen el mismo modo de acción; la resistencia a uno puede conferir resistencia al otro (Witte, 1999).

Al mismo tiempo, los alimentos producidos a partir de animales medicados con antimicrobianos pueden incluir trazas de éstos, que  ingresan al organismo humano e inducen la aparición de microorganismos resistentes en el hombre (Witte 1998). Acevedo y col (2015), cuantificaron los niveles de sulfametoxazol, norfloxacina, ciprofloxacina y lincomicina en pollo comercializado en la ciudad de Cartagena, Colombia, y encontraron que todas las muestras sobrepasaban los límites mínimos permitidos, superando en algunos casos los límites máximos, mientras que la enrofloxacina se encontró por encima de los Límites Máximos de Residuos sugeridos.

Alcaine y col. (2016), a partir de aislamientos de Salmonella y Escherichia coli, de diferentes órganos de aves de corral en Albania, revelaron la presencia de resistencia a antibióticos. Más del 80% de los aislamientos de Salmonella mostraron resistencia a al menos cuatro de los antibióticos estudiados y más del 60% mostraron resistencia a al menos siete de los antibióticos; ninguno fue susceptible a todos los antibióticos probados.

En diversas partes del mundo se han reportado aislamientos de cepas de Campylobacter resistente a las quinolonas, de casos de diarrea en humanos. Campylobacter  spp., es un patógeno intestinal que tiene su reservorio en animales, y pueden aislarse cepas resistentes a las fluoroquinolonas a partir de infecciones humanas, de muestras fecales de pollos y de carne de pollo (Witte, 1999). Notario y col. (2011) detectaron cepas resistentes a quinolonas con el mismo patrón de polimorfismo de ADN, en dos establecimientos de producción de pollos parrilleros y en un establecimiento de gallinas ponedoras, que el hallado en los aislamientos de pacientes con diarrea debida a C. jejuni resistente a ciprofloxacina. Investigaciones llevadas a cabo en varios países, han confirmado la estrecha asociación entre el uso de antimicrobianos como promotores del crecimiento y altos niveles de resistencia a los antibióticos utilizados en medicina humana.

En 1970, la Comunidad Europea (CE) prohibió en Europa el empleo de tetraciclinas o beta-lactámicos como promotores del crecimiento en el alimento de animales, por ser antibióticos que también eran utilizados en medicina humana y animal (Fajardo-Zapata, 2011).  Debido a que estas bacterias resistentes a los antibióticos podrían transmitirse a los humanos por el contacto con animales, alimentos o el medio ambiente (Witte, 1998), la Unión Europea impone la prohibición de todos los APC que pertenecían a las clases utilizadas en la medicina humana a partir del año 2006 (Wegener, 2003). De esta forma, según la Organización Mundial de la Salud (OMS) 2017, los animales sanos sólo deben recibir antibióticos para prevenir enfermedades que han sido diagnosticadas en otros animales de su mismo lote o rebaño, reconociendo que cuando, basándose en los resultados de cultivos y pruebas de sensibilidad recientes, el veterinario considera que hay alto riesgo de difusión de una determinada enfermedad infecciosa está justificado el uso preventivo de antimicrobianos, utilizando inicialmente los de clases que no se utilizan en humanos.

La prohibición de los APC en Europa ha sido un desafío para la nutrición animal, que aumenta la necesidad de encontrar métodos alternativos para controlar y prevenir la colonización bacteriana patógena (Gaggìa y col. 2010). En este contexto se han sugerido varios productos alternativos para reducir el número de bacterias patógenas y mejorar la capacidad de absorción del intestino sin utilizar los APC. Entre los aditivos estudiados se encuentran enzimas, ácidos orgánicos, extractos vegetales, prebióticos y probióticos.

Las tendencias actuales en los sistemas intensivos de producción postulan a los probióticos como una buena alternativa para reemplazar a los APC (Blajman, et al 2015)

El principal mecanismo de acción de los probióticos es la exclusión competitiva. Un probiótico a base de Bacillus subtilis es estable a los tratamientos térmicos y al pH gástrico por su capacidad de formar esporas. Las esporas germinan en el intestino y durante la germinación se liberan enzimas hidrolíticas: proteasas, amilasas y glicosidasas, que actúan sobre los alimentos y favorecen la absorción de nutrientes por  parte del animal o su empleo por otras bacterias beneficiosas para el establecimiento de una microbiota intestinal balanceada. Favorecen el desarrollo de Lactobacillus y disminuyen el crecimiento de E. Coli y Clostridium, entre otros.  Además mejorarían la respuesta inmune de las aves a nivel intestinal.

La FAO considera importante que el animal esté sano, cómodo, bien alimentado y en condiciones de  seguridad. Asimismo, el 12 de septiembre de 2018 el Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria (Senasa) aprobó la Resolución N° 575/2018. Ésta, determina las condiciones que deberán cumplir las granjas para garantizar el bienestar animal en los establecimientos de producción de aves para carne.

El bienestar de un animal es su estado respecto de sus intentos de lidiar con su ambiente. Es una característica de un animal, puede ser de muy pobre a muy bueno, y puede ser medido de una forma científica. Según las normas internacionales de la Organización Mundial de Sanidad Animal (OIE), el bienestar animal designa “el estado físico y mental de un animal en relación con las condiciones en las que vive y muere”. El bienestar de las aves de corral se contempla en las políticas de seguridad alimentaria, fundándose en las pruebas científicas que indican que los animales que reciben un tratamiento correcto gozan de mejor salud y son más productivos que los animales maltratados (Nicol C. J. y Davies).

Materiales y métodos
El ensayo se desarrolló en una granja ubicada en la provincia de Buenos Aires, Argentina, respetando las normas básicas de bioseguridad y bienestar animal, con personal formado y  con experiencia en el cuidado de las aves, según Resolución 575/2018. El galpón estaba dividido en 48 corrales, de los que se destinaron 45 a la experiencia. Se colocaron calefactores a gas, uno por cada cuatro corrales, conectados a un control central de funcionamiento automático computarizado. Rango de temperatura: inicial (1er día) 32°C, final (42 días) 24 °C.

Se utilizaron cuatro ventiladores eléctricos colocados en distintos puntos del galpón, conectados a una  computadora que controlaba la temperatura ambiente. Un sistema de aspersores conectados a una bomba eléctrica 1HP, dirigida por sistema automático. Se coloraron termógrafos programados para realizar una medición de temperatura cada media hora, distribuidos uniformemente en el galpón y ubicados  a la altura de los pollos. Se controló la ventilación y se evaluó la calidad del aire (concentraciones  de  amoníaco, dióxido de carbono y monóxido de carbono) a nivel de la cama.

El material utilizado para la cama fue cáscara de arroz, con una profundidad de 10 cm. a 28 °C al momento de colocar los pollitos.

Durante los primeros 7 días, se les proporcionó 23 horas de luz para ayudar a las aves a adaptarse al ambiente del galpón y promover  el consumo de alimento y de agua. El sistema de Iluminación LED se conectó, conjuntamente con los demás sistemas, al control central.

Se aseguró una buena  disponibilidad de agua y alimento. Además de los bebederos tipo niples y tolvas manuales, dentro del área de crianza se colocó papel y sobre él comederos y bebederos suplementarios. El alimento se suministró en forma de migajas y los pollitos fueron colocados directamente sobre el papel para que comenzaran a consumir el alimento. Tanto el papel como los bebederos y comederos suplementarios se retiraron a los tres días.

Las raciones fueron formuladas para proporcionar el balance correcto de energía, proteína y aminoácidos, minerales, vitaminas y ácidos grasos esenciales, según las especificaciones Nutricionales del Pollo de Engorde Arbor Acres.

Se aseguró agua fresca, disponible en todo momento, y la altura de los bebederos fue la apropiada para cada edad.

Se utilizaron 900 pollos parrilleros machos Arbor Acres.

Diseño en Bloques Generalizados con 3 bloques. Cada dieta se repitió 3 veces en cada bloque. La Unidad Experimental fue el corral con 20 pollos (10 aves/ m2).

Selección: Se pesó una muestra de 100 pollitos individualmente, se registraron sus pesos  y se calculó la media y el DS. Fueron seleccionados los que estaban dentro del rango comprendido entre la media ± 1 DS. Se armaron, aleatoriamente, grupos de 20 pollos que fueron cada una de las unidades experimentales. Se tomó registro del peso de cada unidad experimental (UE) y se le asignó aleatoriamente uno de los cinco tratamientos y un corral.

Plan de Vacunación: Planta de incubación: Marek, Bronquitis infecciosa, Gumboro, Newcastle

9 días: Gumboro, 16 días: Gumboro y Bronquitis infecciosa, 26 días: Laringotraqueítis.

Determinaciones microbiológicas: Investigación de Salmonella sp. en pollitos de un día (hígado, bazo, vesícula, saco vitelino). Y en hisopos de arrastre (cama y papeles de cajas de transporte). Ambos análisis con resultados negativos.

Dietas: 1: Control negativo, sin APC y sin probiótico; 2: Control positivo,  con Avilamicina y sin probiótico; 3: 0,500 kg/ton de Probiótico A; 4: 0,500 kg/ton de Probiótico B y E: 0,500 kg/ton de Probiótico C.

Los Probióticos utilizados fueron esporas de Bacillus subtilis de distinto origen comercial.

La alimentación fue ad libitum, utilizando un sistema de alimentación manual.

Alimentación: Preiniciador: hasta 7 días; Iniciador: hasta 21 días; Terminador: hasta 42 días.

Para analizar el comportamiento productivo, los indicadores controlados fueron: Peso vivo de las aves a los 7,14, 21, 28, 35 y 42 días de edad y consumo de alimento semanal. A partir de estos datos, se calculó la conversión alimenticia.

Peso promedio por pollo: Se registraron los pesos individuales con balanza de precisión de 1 g el primer día. A partir de los 7 días, semanalmente, se registraron los pesos grupales de cada UE.

Resultados
Métodos estadísticos: El análisis estadístico abordó la comparación de promedios de peso, de consumo y de conversión alimenticia de pollos parrilleros alimentados con distintas dietas en distintos tiempos de evaluación. La significatividad de la diferencia entre momentos se analizó mediante un modelo mixto de medidas repetidas. Se empleó el criterio de Akaike para la selección de la matriz de covarianzas. Las diferencias entre medias se probaron empleando el criterio de Bonferroni. La interacción Dieta*Momento se particionó por momento y la comparación de promedios se realizó sólo en los momentos en que la partición fue significativa

Análisis Estadístico
Comparación de pesos promedio según dieta y momento de pesada (Tabla 1)

Nota: Los valores están expresados como medias aritméticas de los pesos en gramos.
Medias en una misma columna con diferente letra difieren significativamente.
No se detectaron diferencias significativas entre las diferentes dietas en ninguno de los momentos analizados,  con un nivel de significación del 5%.
Comparación de consumos parciales promedio según dieta y momento de evaluación (Tabla 2)

Nota: Los valores están expresados como medias aritméticas de los consumos en gramos. Medias en una misma columna con diferente letra difieren significativamente. No se detectaron diferencias significativas entre las diferentes dietas en ninguno de los momentos analizados.
Comparación de consumos acumulados promedio según dieta y momento de evaluación (Tabla 3)

Nota: Los valores están expresados como medias aritméticas de las conversiones. Medias en una misma columna con diferente letra difieren significativamente. No se detectaron diferencias significativas entre las diferentes dietas en ninguno de los momentos analizados.

Comparación de conversiones promedio según dieta y momento de evaluación.(Tabla 4)

Nota: Los valores están expresados como medias aritméticas de las conversiones.

Medias en una misma columna con diferente letra difieren significativamente.

Sólo se detectaron diferencias significativas en conversión a los 21 días, donde los pollos que consumieron la dieta con el Probiótico A presentó el mejor índice de conversión, diferenciándose de los que consumieron la dieta con Probiótico C, pero no del resto. El mismo efecto se produjo a los 35 días del ensayo.

Discusión y Conclusiones
Todas las aves tuvieron un buen desempeño productivo. Durante los 42 días que duró la experiencia los pollos alimentados con las distintas dietas se comportaron en forma similar. No se encontraron diferencias estadísticamente significativas entre el testigo positivo, el testigo negativo, y las aves que consumieron las dietas suplementadas con Probióticos.

El comportamiento animal en respuesta a la adición de Probióticos está influenciado por múltiples factores, entre los cuales se encuentran, el tipo de explotación, el estrés y el ambiente de la crianza (Blajman, et al 2015). La crianza se llevó a cabo fundamentada en el bienestar animal y no hubo ningún desafío durante el tiempo que duró la prueba, por lo que el comportamiento de las aves en respuesta a los Probióticos fue similar a la respuesta de las aves que consumieron dietas con antibiótico y de las aves que consumieron dietas sin ningún tipo de promotor de crecimiento. Esto nos muestra una vez más que el Bienestar animal está directamente relacionado con la salud  y con la inocuidad y calidad de los alimentos, ya que muchas veces los Antibióticos Promotores de crecimiento son utilizados para ocultar el mal manejo y las malas condiciones de higiene de las granjas.

Bibliografía
ACEVEDO, D., P. MONTERO Y JAIME, J. 2015. Determinación de Antibióticos y Calidad Microbiológica de la carne de pollo comercializada en Cartagena (Colombia). Información Tecnológica Vol. 26(1): 71-76
ALCAINE, S., MOLLA, L., NUGEN, S., KRUSE, H. 2016. Results of a pilot antibiotic resistance survey of Albanian poultry farms. Journal of Global Antimicrobial Resistance 4:60–64
BAGER, F., MADSEN, M., CHRISTENSEN, J. AARESTRUP,F. 1997. Avoparcin used as a growth promoter is associated with the occurrence of vancomycin-resistant Enterococcus faecium on Danish poultry and pig farms. Preventive Veterinary Medicine 3 1: 95- 112
BAZET, C., BLANCO, J., SEIJA ,V., PALACIO, R. 2005. Enterococos resistentes a vancomicina. Un problema emergente en Uruguay. Rev. Méd. Urug.21: 151-158
BLAJMAN,J,  ZBRUN, M, ASTESANA, D, BERISVIL, A, ROMERO SCHARPEN, A. FUSARI, M, SOTO, L, SIGNORINI, M, ROSMINI  M, Y FRIZZO L. 2015. Probióticos en pollos parrilleros: una estrategia para los modelos productivos intensivos? Rev. Argent. Microbiol.2015; 47(4):360-367. http://dx.doi.org/10.1016/j.ram.2015.08.002
CÁMACHO RÁBAGO O, ACEDO RUIZ L E, MORENO IBARRA G M, SÁNCHEZ MARÍÑEZ R I, CASTILLÓN CAMPAÑA LG, NAVARRO NAVARRO M. 2010. Detección de Salmonella resistente a los antibióticos en vísceras de pollo. Biotecnia Vol XII N° 1 [Fecha de consulta: 11/04/2016] www.biotecnia.uson.mx/revistas/articulos/6-Art25.pdf
FAJARDO-ZAPATA, A.L.; MÉNDEZ-CASALLAS, F. J.; MOLINA, L.H.2011. Residuos de fármacos anabolizantes en carnes destinadas al consumo humano. Universitas Scientiarum. Vol. 16 N 1: 77-91 Pontificia Universidad Javeriana. Bogotá, Colombia
GAGGÌA F., MATTARELLI P., BIAVATI B. 2010. Probiotics and prebiotics in animal feeding for safe food production. Int J Food Microbiol. 31;141 Sl 1:S15-28.
HENRIK C WEGENER. Antibiotics in animal feed and their role in resistance development. Current Opinion in Microbiology 2003, 6:439–445. DOI: 10.1016 / j.mib.2003.09.009
HUYGHEBAERT, G., DUCATELLE, R., VAN IMMERSEEL F. 2011. An update on alternatives to antimicrobial growth promoters for broilers. The Veterinary Journal, Volume 187, Issue 2:182-188
KARCHER D. AND  MENCH J. 2018. 1 – Overview of commercial poultry production systems and their main welfare challenges.Food Science, Technology and Nutrition8, Pages 3-25
LAXMINARAYAN R, DUSE A, WATTAL C, ZAIDI AK, WERTHEIM HF, SUMPRADIT N, VLIEGHE E, HARA GL, GOULD IM, GOOSSENS H, GREKO C, SO AD, BIGDELI M, TOMSON G, WOODHOUSE W, OMBAKA E, PERALTA AQ, QAMAR FN, MIR F, KARIUKI S, BHUTTA ZA, COATES A, BERGSTROM R, WRIGHT GD, BROWN ED, CARS O. 2013 Antibiotic resistance-the need for global solutions. Lancet Infectious Diseases Volumen 13, Número 12, diciembre de 2013, páginas 1057 a 1098. DOI: 10.1016 / S1473-3099 (13) 70318-9 [Fecha de consulta: 14/08/2019]
NICOL CJ y DAVIES A. Bienestar de las aves de corral en los países en desarrollo. http://www.fao.org/docrep/016/al720s/al720s00.pdf [Fecha de consulta: 14/08/2019]
NOTARIO, R., BORDA, N., GAMBANDÉ T., BERMEJO, J., PONESSA, A., TOLEDO, V. 2011.  Cepas de Campylobacter jejuni resistentes a quinolonas aisladas de humanos, gallinas y pollos Medicina (Buenos Aires) 71: 331-335

MEDEIROS MAN, OLIVEIRA DCN, RODRIGUES DP, FREITAS DRC. 2011. Prevalence and antimicrobial resistance of Salmonella in chicken carcasses at retail in 15 Brazilian cities. Rev Panam Salud Publica. 30(6):555–60.

OIE https://www.oie.int/es/bienestar-animal/normas-de-la-oie-y-comercio-internacional/

RESOLUCIÓN-575-2018-SENASA – Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria Manual de Bienestar Animal Anexo IF-2018-36279775-APN-DCGYPE#SENASA http://www.senasa.gob.ar/sites/default/files/ARBOL_SENASA/INFORMACION/NORMATIVA/RESOL_Y_ANEXOS/2018/r_senasa_575-2018.pdf [Fecha de consulta: 02/09/2019]
WEGENER, H. C. 2003. Antibiotics in animal feed and their role in resistance development. Current Opinion in Microbiology 6:439–445 http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S1369527403001206
WITTE, W. 1998. Medical Consequences of Antibiotic Use in Agriculture. Science 279, 5353: 996-997
WITTE, W. 1999. Uso de antibióticos en la producción animal y desarrollo de la resistencia en las infecciones humanas. Enf Infec y Microbiol 19(2):83-86
SMITH, J. 2018. Broiler Production Without Antibiotics: United States Field Perspectives. https://doi.org/10.1016/j.anifeedsci.2018.04.027
STING, R., RICHTER, A., POPP C. Y HAFEZ, H., 2013. Occurrence of vancomycin-resistant enterococci in turkey flocks.  Poultry Science 92 :346–351