Consideraciones importantes acerca de la cuarentena de ratas y ratones como biomodelos experimentales en toxicología. Revisión.
Arencibia Arrebola, D.F. 1*, Rosario Fernández, L.A.2**, Suárez Fernández, Y.E.3***, Soroa Millán, Y.4****
Vet. Arg. - Vol. XXVII - Nº 271 - Noviembre 2010.
Resumen.
Las ratas y ratones son de gran utilidad en los estudios de toxicología experimental, ya que constituye hasta los días de hoy las especies con valores espontáneos de daños mas bajos, lo cual justifica su uso. En este trabajo nos trazamos como objetivo debatir todo lo concerniente a la cuarentena de ratas y ratones para ser utilizados en estudios de toxicología experimental, así como los factores que intervienen en la misma, con una duración de 7-15 días desde la llegada de los animales hasta su empleo en las diferentes investigaciones. Se tuvieron en cuenta las características fundamentales de los roedores, la transportación, recepción, ambiente en los locales, acciones posteriores a la recepción, frecuencias de las observaciones, local de aislamiento, pesaje de los animales, limpieza y desinfección y el consumo de alimento y agua. Mantener adecuadas condiciones de tenencia, salud, alimentación y manejo en la etapa de cuarentena garantiza la entrega de animales aptos para realizar los estudios toxicológicos.
Palabras clave: Cuarentena, ratas y ratones, biomodelos experimentales, toxicología experimental.
Title: Important considerations about rats and mice quarantine as experimental animal models in toxicology.
Summary.
The rats and mice are a great utility in the experimental toxicology studies, since it constitutes until today’s the species with more lows spontaneous values of damages, which it justifies their use. The objective of this work was debate all the aspect about the quarantine stage in rats and mice to be used in experimental toxicology studies as well as the factors that intervene in the quarantine stage with a duration of 7 to 15 days from the arrival of the animals, until their employment in the different researchers. We took into account the fundamental characteristics of the rodents, the transportation, reception, atmosphere, actions after reception, frequencies of observations, local of isolation, animal weight, cleaning and disinfection and food and water consumption. Maintaining appropriate holding conditions, health, feeding and handling in the quarantine stage, it guarantees the delivery of capable animals to carry out the toxicologic studies.
Key words: Quarantine, rats and mice, experimental animal models, experimental toxicology.
1Doctor en Medicina Veterinaria y Zootecnia, Aspirante a Investigador.
2Licenciado en Microbiología, Profesor Instructor.
3Doctor en Medicina Veterinaria, Profesor Titular, Doctor en Ciencias Veterinarias.
4Doctor en Medicina Veterinaria y Zootecnia.
*Instituto Finlay, Vicepresidencia de Investigaciones, Calle 17 e/ 198 y 200, Atabey, Municipio Playa, Apartado Postal 16017, Ciudad Habana, Cuba.
**Instituto de Farmacia y Alimento (IFAL, U.H), Calle 222 e/ 25 y 27, La Coronela, Municipio La lisa, Ciudad de la Habana, Cuba.
***Universidad Agraria de la Habana (UNAH), San José y carretera Tapaste, Municipio San José, Provincia Habana, Cuba.
****Centro de Química Biomolecular (CQB), Avenida 21 y esquina a la calle 200, Atabey, Municipio Playa, Apartado Postal 16042, Ciudad de la Habana, Cuba.
Correspondencia a: Daniel Francisco Arencibia Arrebola. Teléfono: 2716911. Email: [email protected].
Introducción.
El concepto básico de cuarentena, o sea “mantener alejadas a las enfermedades infecciosas de un medio ambiente estable” se comprendía desde la Edad Media, cuando en Venecia, a los inmigrantes humanos se les mantenía separados de la población local durante 40 días, para limitar el peligro de propagar la peste bubónica.
La palabra cuarentena, del italiano antiguo quarantena, y el significado de “cuarenta días”, no se basa en una razón científica, sino en el número de días que de acuerdo con la Biblia, Cristo pasó en el desierto.
Hoy en día, la razón para establecer un protocolo de cuarentena se basa en el conocimiento científico de las enfermedades transmisibles y la duración de la cuarentena depende de la especie con la que tratamos y las enfermedades más comunes de un determinado grupo zoológico (1).
Por tanto entre otras razones la cuarentena evita la introducción y difusión de enfermedades de importancia cuarentenaria o exóticas para la población animal de un país, región o local de producción o de investigación, además esta medida permite coadyuvar al mantenimiento de zonas libres de enfermedades y en proceso de erradicación y efectuar el control sanitario de las mercancías para exportación (2).
Las ratas y ratones son de gran utilidad en los estudios de toxicología experimental, ya que constituye hasta los días de hoy las especies con valores espontáneos de daños mas bajos, los cual justifica su uso (3,4). Durante la etapa de cuarentena de los animales de laboratorio que se utilizaran para investigaciones de tipo toxicológica el médico veterinario o personal a fin en el bioterio deberá conocer todas las variables y factores a tener en cuenta en esta corta etapa. Estos son fácilmente medibles y nos da la idea de cuan eficaz es nuestro trabajo preventivo en esta área.
En este trabajo nos trazamos como objetivo debatir todo lo concerniente a la cuarentena de ratas y ratones para ser utilizados en estudios de toxicología experimental, así como los factores que intervienen en la misma, con una duración de 7-15 días desde la llegada de los animales hasta su empleo en las diferentes investigaciones. Se tuvieron en cuenta las características fundamentales de los roedores, la transportación, recepción, ambiente en los locales, acciones posteriores a la recepción, frecuencias de las observaciones, local de aislamiento, pesaje de los animales, limpieza y desinfección y el consumo de alimento y agua.
Desarrollo.
Características externas de roedores.
ü Cubiertos por una densa capa de pelo, los cuales son más largos en el dorso y casi ausentes en la cola (5).
ü Cola larga que presenta hileras de escamas que se superponen unas a otras como tejas de techo.
ü Hocico puntiagudo, con prominentes vibrisas o pelos táctiles en el labio superior, dispuestos en hileras bien definidas. Son asociados con receptores y se consideran importantes en la orientación del animal.
ü Superficie plantar carece de pelo y presenta numerosas almohadillas pedales en la región metatarsofalángica. Tienen 5 pezuñas en cada pata, pero las de las patas delanteras son más pequeñas (6).
ü En las líneas albinas de ratas los ojos carecen de pigmento y el color rojo que percibimos es producido por una red de pequeños vasos del iris.
Algunas características significativas de los sistemas de órganos en ratones y ratas:
Sistema Cardiovascular: En el ratón la válvula atrioventricular derecha no es tricúspide, ya que sólo presenta 2 cúspides (7).
Sistema Digestivo: Cavidad bucal: Como todos los roedores poseen unos dientes incisivos muy afilados, los cuales se mantienen creciendo durante toda la vida.
Fórmula dental: 2 (I 1/1 C 0/0 PM 0/0 M 3/3) = 16.
Estómago: Posee dos zonas bien definidas: una aglandular y otra glandular, separadas a nivel del cardias por un borde limitante, el cual en la rata está muy bien definido hacia el cardias por lo que funciona como una valva mecánica que previene el vómito (8).
Vesícula biliar: Ausente en la rata.
Ciego: En la rata dividido por una constricción en dos porciones: una basal y una apical. Practican la coprofagía.
Sistema nervioso: Los roedores son lisencéfalos (la superficie del cerebro no presenta giros ni surcos) (9).
Sistema urinario: Los riñones en el ratón presentan glomérulos muy pequeños, pero más numerosos (4.8 veces más que en las ratas). Posee marcada habilidad para concentrar la orina, excretando solamente una o dos gotas a la vez (10).
Sistema genital: Genitales externos: La diferencia sexual en animales jóvenes se puede hacer comparando la distancia anogenital, la cual es mayor en el macho que en la hembra.
Genitales internos del macho:
- Un par de glándulas prepuciales, cuyo producto de secreción se cree que funciona para delimitar el territorio e identificar al individuo dentro del grupo.
- Una próstata, cuya cara dorsal es más pequeña que la cara ventral, la que además de ser más grande es bilobulada.
Cuando durante la eyaculación se mezclan las secreciones de la próstata, glándulas vesiculares y glándulas coagulantes se forma el tapón copulatorio en la hembra (11).
Genitales internos de la hembra: los ovarios se localizan justo caudal a los riñones; en la rata útero dúplex: dos canales cervicales y una sola vagina.
Ø Las paredes de la vena pulmonar tienen continuidad de la fibra del miocardio hasta el pulmón.
Ø Tienen hematopoyesis extramedular. En el hígado es por estrés y en el ratón es de por vida en el bazo.
Ø El sexo del ratón se puede conocer por la observación del glomérulo renal. En el macho el epitelio es más grueso que en la hembra.
Ø Páncreas difuso, al lado del duodeno.
Ø La glándula de Zimbal (productora de cerumen) ubicada en la base de la oreja.
Ø Conductos excretores de la glándula mamaria se extiende hasta el dorso del animal.
En la tabla 1 podemos observar la clasificación taxonómica de la rata y el ratón y en la tabla 2 se aprecian los parámetros fisiológicos productivos y reproductivos fundamentales en ambas especies.
Tabla 1. Clasificación taxonómica de la rata y el ratón.
|
|
RATA |
RATÓN |
|
Reino |
Animalia |
Animalia |
|
Filo |
Chordata |
Chordata |
|
Clase |
Mammalia |
Mammalia |
|
Orden |
Rodentia |
Rodentia |
|
Suborden |
Myomorfa |
Myomorfa |
|
Familia |
Muridae |
Muridae |
|
Subfamilia |
Murinae |
Murinae |
|
Genero |
Rattus |
Mus |
|
Especie |
Rattus norvegicus |
Mus musculus |
Tabla 2. Algunos parámetros fisiológicos en rata y ratón (12).
|
Parámetro |
RATA |
RATÓN |
|
Promedio de vida |
30 meses (36-40) |
24 meses (22-40) |
|
Consumo de alimento /día |
10 g- 20 g/ día |
3 g - 6 g/ día |
|
Consumo de agua /día |
20-45 mL/día |
3 – 7 mL/ día |
|
Excreción de orina/día |
10 – 15 mL/ día |
1 -3 mL/día |
|
Período gestacional |
21-23 días |
18.5-21 días |
|
Temperatura rectal |
37.0 |
37.5 |
|
Frecuencia cardiaca |
350 (250-450) latidos/minute |
470 (325-780) latidos/minute |
|
Frecuencia respiratoria |
92 (70-115) respiraciones/minuto |
138 (94-163) respiraciones/minuto |
|
Edad reproductiva (hembra) |
65-110 días |
7-8 semanas |
|
Edad reproductiva (macho) |
65-110 días |
6-8 semanas |
La transportación de los animales es necesario que se realice en días soleados, sobre todo se debe garantizar que sea en las horas frescas de la mañana de 10-11 a.m o en la tarde 6-7 p.m, la velocidad debe ser moderada 60 km/h.
A la llegada de los animales deben estar creadas todas las condiciones para su rápida recepción lo cual ayudaría a que los animales estuviesen expuestos a estrés del viaje y de manipulación durante un tiempo largo.
Área de recepción: El médico o técnico veterinario encargado de la recepción de los animales debe revisar el certificado de calidad de llegada de los animales para luego proceder a pesar los animales tomándolos uno a uno primero los machos y luego las hembras, sexarlos y verificar que estos parámetros como la cantidad de animales coincida con el de la factura, la inspección que se debe realizar es superficial:
Además se debe realizar una inspección clínica para descartar anomalías visibles tales como malformaciones, cicatrices, heridas, algún dolor reflejo, color y aspecto del pelo y piel, forma del abdomen, extremidades, encías y cavidad bucal en su totalidad, mucosa conjuntival, oídos y examen de reflejos normales así como de la conducta (13).
Debe llenar por cada caja el número de animales y su peso e identificación, siendo marcados con marcaje temporal.
En las siguientes tablas (3 y 4) podemos observar las dimensiones de las cajas según el peso, tanto para ratas como para ratones.
Tabla 3. Dimensiones del área según el peso de los ratones.
Tabla 4. Dimensiones del área según el peso de las ratas (14).
El consumo de alimento se debe realizar al menos dos veces por semana para luego establecer una media entre ambos; por lo general se suministra una cantidad equivalente al 10% del peso vivo del animal multiplicado por el número de animales de la caja. El consumo de agua también se realiza dos veces por semana ubicándose pomos de 100-750 ml. Debe cambiar todos los días el agua y el alimento y el cambio debe realizarse dos veces por semana en la mañana siempre por la misma persona ya que este incluye manipulación con los animales, además son removidos los desechos sólidos e incinerados hasta ceniza.
El agua debe proporcionarse ad-libitum. Algunos centros acidifican el agua para disminuir la contaminación microbiana; sin embargo, estas técnicas pueden afectar la respuesta del sistema inmunológico (15). En otros lugares realizan el sistema de ósmosis inversa, destilación o por intercambio iónico. Los contaminantes inorgánicos incluyen a los metales pesados y nitritos. Las dietas también pueden ser una fuente de contaminantes tales como los compuestos estrogénicos, aflatoxinas, insecticidas y conservadores. Estos compuestos pueden estar presentes naturalmente en los materiales vegetales, mantenerse como residuos por el uso agrícola, o ser el resultado de una contaminación en el almacenamiento o por los procedimientos de procesado.
Se conoce que la temperatura medioambiental es el factor primario que influye en los requisitos de agua, por ende temperaturas altas y valores de humedad baja llevan a un aumento del consumo de agua (16).
El tipo de dieta también puede afectar el consumo de agua. Cualquier restricción en la disponibilidad del agua trae consigo una reducción inmediata y dramática en el consumo de comida y correspondiente estado fecal.
En la cuarentena se deben pesar los animales en días alternos para verificar que están aumentando de peso como criterio de bienestar, observados dos veces al día en el horario de la mañana y en el horario de la tarde.
La temperatura y humedad en el cuarto de un animal (macroambiente) deben ser monitoreadas y mantenidas en los límites aceptables publicados. La temperatura y humedad en el microambiente es más difícil de monitorear y controlar. Las variaciones en la temperatura y humedad están influenciadas por factores como las tapas de filtros, si son jaulas colgantes o de piso, densidad de población, nivel de actividad del animal, ubicación de la jaula, y la humedad y la temperatura en el cuarto del animal.
Las variaciones en la temperatura y humedad pueden tener una variedad de efectos. Muy poca humedad ha sido asociada con la lesión en roedores llamada cola de anillo la cual se caracteriza por constricciones anulares y pueden resultar en la pérdida de la cola (17). Otros efectos sutiles de la temperatura y humedad son; un metabolismo de medicamentos alterado, incremento en la susceptibilidad a enfermedades y una disminución en su eficiencia reproductora. Estos ejemplos sirven para ilustrar la necesidad para controlar la temperatura y humedad en los ambientes micro y macro del animal y el papel vital que juega en la generación de datos consistentes y confiables.
Las característica técnicas actuales para la temperatura y humedad son de 18°C-26°C y 30%-70% de humedad relativa (18).
Las ratas tienen la habilidad de adaptarse a los cambios en la temperatura y humedad a través de cambios fisiológicos y conductuales, fundamentalmente por mecanismos metabólicos, pero esto requiere tiempo.
Se han mostrado animales alojados a temperaturas sobre el rango recomendado observándose el consumo de alimento y el peso disminuido. Además se ha observado en ratas machos atrofia testicular consistente con la degeneración del epitelio de los túbulos seminíferos y fracasos en la maduración de los espermatozoides cuando se alojaron a temperaturas que exceden los 26.7°C por más de 48 horas (19).
Por su parte los ratones son bastante sensibles a las variaciones en la temperatura, y responde a esas variaciones con cambios fisiológicos importantes. Los ratones tienen una capacidad limitada de compensar el calor excesivo, y lo realizan principalmente por la vasodilatación de las orejas para aumentar la pérdida de calor, y aumentar la temperatura del cuerpo en varios grados. La mortalidad se observa a menudo si la temperatura ambiente alcanza 37°C o superior. Los Ratones y las ratas deben estar alojados a temperaturas sobre los 21°C a 25 °C.
Las variaciones en la temperatura medioambiental pueden afectar los resultados en los estudios de toxicología. Muller y Vernikos-Danellis en el año 1970, encontraron que la toxicidad aguda de la dextroamphetamina era reducida cuando la temperatura se redujo al 15°C de una temperatura normal de 22°C, pero aumentaba la toxicidad el doble cuando la temperatura se aumentó a 30°C (20).
El consumo de alimento es inversamente proporcionar a la temperatura ambiente, y los efectos secundarios de cambios en el consumo de comida puede ser el reflejo de condiciones inapropiadas fuera de los rangos de bienestar animal para esta especie.
La humedad relativa en un cuarto es un factor significante en la termorregulación. La humedad lleva a la producción aumentada de amoníaco en la orina y excremento. El amoníaco en aumento ha sido asociado con el desarrollo de enfermedades respiratorias en los roedores. La humedad relativa recomendada para un cuarto es del 40%-70% (14-18).
La ventilación en los cuartos de los animales tiene un impacto significativo en el status de salud de los ocupantes. El olor excesivo, es frecuentemente lo primero que indica un problema de ventilación en el cuarto del animal; de esta forma, la concentración de los gases de deshecho, en el nivel de la jaula, generalmente son mayores que los detectados a nivel del cuarto.
Además, las concentraciones capaces de causar enfermedades, son mucho menores que los niveles que una persona puede percibir. Muchos detalles del diseño afectan la ventilación del cuarto, incluyendo la localización, número y configuración de los ductos de abastecimiento y de salida.
La ventilación a nivel de jaula es afectada por la presencia y/o tipo de filtro que esté sobre la jaula, así como el diseño y la localización de la jaula, de acuerdo al patrón del flujo de aire del cuarto. La ventilación debe ser tal que mantenga al mínimo la concentración de gases de deshecho, reduzca la diseminación de enfermedades, y que sea capaz de proporcionar una temperatura y humedad estable.
Lo más ideal es un sistema para proporcionar de 10 a 15 recambios de aire por hora (21). En la realidad, este parámetro depende del volumen total del cuarto y la carga termal. Si por alguna razón, no puede proporcionarse al 100% el aire fresco, para cualquier sistema de reciclaje debe pasarse el aire a través de un sistema de filtración complejo para prevenir la contaminación indirecta o directa por los contaminantes biológicos, químicos y olores.
La intensidad de luz y el fotoperíodo en el cuarto del animal pueden afectar su función reproductora y su visión. La recomendación de la Guía para la intensidad de luz en los cuartos de los animales es 75-125 f.c. Sin embargo, una exposición prolongada, a tales niveles puede causar una degeneración irreversible de la retina en los roedores albinos. Por lo que se ha sugerido 25 f.c. como una intensidad más apropiada para esta especie (22).
Pueden instalarse mecanismos de control para una intensidad de luz variable, tales como interruptores o iluminación múltiple, los cuales facilitan una luz adecuada para la observación, y por otro parte el cuidado general puede proveer un nivel de intensidad de luz menor para el confinamiento de los animales.
La posición de los animales en un lugar alto es un factor importante y puede existir una diferencia de 80 en la intensidad de la luz entre las divisiones de la parte baja y alta del estante. El fotoperíodo o ciclo iluminación/oscuridad pueden modificar el comportamiento reproductivo y los ritmos cardiacos. Un ciclo diario que tiene de 12 a 14 horas de luz es recomendado para la mayoría de los animales. Es muy importante mantener la intensidad de luz y un periodo constante (23).
La duración y tipo de luz afecta el comportamiento. Los ciclos de luz revertidos pueden ser acomodados de tal forma que el ritmo cardiaco, el sueño y los estudios de alimentación, queden dentro de las horas normales de trabajo de la institución. Los más recomendados para las ratas y ratones son ciclo de luz-oscuridad de 12 horas (24).
El ruido excesivo también puede alterar la manera en la que se alimenta el animal. El ruido en niveles excesivos puede causar un daño mecánico al sistema auditivo tanto en animales como en humanos. Algunos efectos del ruido en los animales incluyen las heridas audiogénicas, eosinofilía, incremento en los niveles de colesterol y un aumento en pesos adrenales. Es recomendado que los niveles de ruido en las instalaciones de roedores no excedan los 85 decibeles (db) (25).
Es importante considerar la frecuencia del ruido medioambiental porque el espectro de frecuencia de la audición en los ratones difiere substancialmente del humano. Los ratones no pueden oír los sonidos con frecuencias tan bajas como 1 kHz, claramente oyen los sonidos a 50 kHz, y probablemente tienen un límite superior en el rango de 60 a 70 kHz (26,27).
Los ratones emiten el sonido en estas frecuencias superiores, al parecer como un medio de comunicación entre las madres y sus crías, y ante alguna agresión.
En la etapa de cuarentena se debe tener un estricto control de los animales existentes en cada cuarto, para lo cual en la entrada existirá una hoja informativa que nombre la especie, número por sexo, número de cajas y número por cada caja. Además en cada caja estará identificada con una chapilla que contenga el sexo, especie y cantidad, así como al investigador asignado de los animales.
El primer paso es la observación de ratas o ratones en su medio antes de ser manipulados para la inspección profunda (Figura. 1 y Figura. 2), luego de acariciarlos se procede a la sujeción e identificación directa con el operario o cuidador, ver (Figura. 3).
Luego se realizará una inspección profunda de (28):
a) Ojos: sin secreciones de otra índole que no sea serosa, sin estrabismo, membranas en perfecto estado.
b) Orejas: limpias y sin secreciones, sin ectoparásitos, sin cicatrices.
c) Nariz: fría, húmeda, sin secreciones, el aire espirado debe ser cálido, húmedo y con olor sui-generis.
d) Boca: mucosa rosada, con brillo, sin lesiones, dientes limpios, lengua, paladar blando y duro integro.
e) Piel y pelo: uniforme, con brillo, piel rosada sin lesiones de ninguna índole, ausencia de ectoparásitos.
f) Abdomen: forma normal, no abultado, sin hernia umbilical.
g) Genitales externos: sin secreciones, los testículos deben estar descendidos.
h) Ano: ausencia de secreciones o heces pastosas adheridas.
i) Extremidades: sin malformaciones.
j) Cojinetes: intactos y limpios.
k) Uñas: crecimiento normal.
l) Marcha: no en zanco, no cojera.
m) Conducta: amistosa.
n) Reflejos: se valoran los de pedaleo, parpadeo, auditivo, pupilar, ocular, respuesta a reflejos superficiales al nivel de la piel, respuesta a los reflejos profundos, así como la respuesta a los reflejos dolorosos.
Ahora veremos algunas consideraciones tener en cuenta para el manejo de ratas y ratones durante la cuarentena.
Manejo:
- Explorar previamente para ver el temperamento del animal, sobre todo en ratas jóvenes.
- Acariciar y frotar al animal antes de asistirlo con más fuerza ya que esto evita agresividad ver (Figura. 3).
- Usar guantes de látex.
- No acercarse al animal por el frente.
Se recomienda sujeción por la base de la cola con los dedos índice y pulgar para animales menores de 300 gramos ver (Figura. 4), por lo cual constituye para el caso de ratones adultos el único método de sujeción rápida con transportación ideal. Este métodos es eficaz para transporte de cortas distancias, identificación y para examinar el sexo del animal. Pero si el animal presenta un peso mayor a este el método de sujeción ideal es el que se encuentra en la (Figura. 5).
Por lo general si se mueven con cuidado y si son transportados habitualmente, no requieren recuperación. Si los animales se transportan en sus cajas se recuperan del estrés en un tiempo aproximado de una 1 hora. Se recomienda usar un paño permeable sobre la caja, que les de oscuridad y prevenga que se exciten durante la transportación. La hembra y el macho se diferencian por la distancia entre el ano y la papila genital, ya que en los machos esta distancia es mayor, casi el doble.
Antes de la entrada de los animales al local de cuarentena se debe limpiar de forma profunda utilizando desinfectantes reconocidos tanto al piso como a la paredes y estantes del local, luego de secado y extraída la humedad con un desumificador, se debe ubicar en el horario de la tarde una bomba de formol y permanganato de potasio a exposición en toda la noche un día antes de la llegada. Durante la estancia en la cuarenta se debe limpiar de forma superficial sobre todo el piso y los estantes donde están los animales y en algún momento de la semana limpiar de forma profunda sin tanta humedad (29).
Luego al finalizar la cuarentena se realiza una limpieza profunda y se sella el local. La duración de la cuarentena para el caso de ratas y ratones debe ser de 7 días mínimos y de 15 días máximos.
Deben barrerse los cuartos de los animales diariamente y en días alternos se realiza una limpieza superficial usando un químico típicamente tales como un detergente y/o desinfectante.
Prevención, control durante y después de la cuarentena, ante la sospecha de enfermedad infectocontagiosa:
Ø Se deben realizar exámenes serológicos periódicos cada tres meses, para comprobar que la colonia está libre de virus y garantizar que se mantenga en esas condiciones.
Ø El movimiento de personal dentro de las áreas de bioterio debe estar restringido.
Ø Las instalaciones deben tener protección para evitar la entrada de roedores silvestres que actúen como fuentes de infección.
Ø Eliminar los animales infectados, desinfectar los materiales, equipos e instalaciones y repoblar con animales libres de patógenos.
La entrada en la cuarentena debe ser restringida, solo el personal debidamente establecido, vestido con bata sanitaria, tapaboca, gorro, guantes y botas, todos estos útiles deben estar ubicados en el tranfer, lugar de cambio.
Debe ser siempre la misma persona la que manipule a los animales, en la entrada de la cuarentena debe haber una cajuela de desinfección del calzado activada con solución reconocida, así como una hoja de firma de entrada a la misma, el movimiento debe ser en una sola dirección del pasillo limpio al sucio. Con la misma vestimenta que entro a un local no debe entrar a otros ya que es conocido que existe enfermedades comunes para los roedores y usted podría ser el vehiculo o medio de infección de un lugar a otro.
Durante la etapa de la cuarentena se debe verificar la calidad sanitaria de la instalación, así como la entrega y análisis para pesquisaje de la masa de heces fecales, agua y alimento (pienso) (30).
Hisopado de superficie: El hisopado de superficie se realiza con un hisopo estéril, tomándose muestra de paredes, piso y estantes donde están las cajas de los animales, luego proceder a sumergirle en un tubo de ensayo estéril con medio mínimo para posterior análisis microbiológico.
Envió de muestras de heces fecales: Para el análisis de heces fecales, se procederá a ubicar en jaulas metabólicas un fondo de rejilla al 10% de la masa roedora a analizar, seleccionando las heces más frescas y cuidando siempre que estas no se contaminen con la orina, u otro material de residuo. Se envasarán en pequeñas bolsas de nylon con su previa identificación que incluye el lugar a donde será enviada, régimen alimentario de los animales, condiciones de crianza, especie, edad, estado de salud y síntomas en los casos que se sospeche de parasitismo, en los casos en que solo sea para pesquisaje de la masa se omite este dato.
Agua: Para el análisis del agua deben coleccionarse las muestras de los pomos de agua que han estado en uso y de la fuente de agua (entrada al local y cisterna). Deben analizarse las muestras de agua por rutina buscando el contaminantes químicos por ejemplo, metales pesados, pesticidas etc y para el análisis microbiológico siendo aceptados hasta 4 unidades formadores de colonias (ufc) como coliformes totales y coliformes fecales 0 de ufc . En general el agua que es de calidad aceptable para el consumo humano será aceptable para ratas y ratones.
Alimento (pienso): Se envía también alimento para ser analizado microbiológicamente, tanto al inicio, intermedio y final de la cuarentena. Para el caso de alimentos que son autoclaveados se analizarán antes y después de este proceso.
Tendremos en cuenta también algunos criterios de eutanasia durante la cuarentena, ya que por lo general los roedores con estas manifestaciones o condiciones son sacrificados no siendo utilizados en ninguna investigación, para lo cual los criterios son (31-33):
1. Cuando este en presencia de una enfermedad.
2. Quiera evitar sufrimiento a animales agonizantes.
3. Sea el punto final de la experiencia.
4. Pérdida de 20-25 % del peso o deficiente adquisición de peso (caquexia, deterioro muscular).
5. Anorexia completa o parcial (<50 % requerimientos calóricos).
6. Incapacidad para mantenerse en pie, buscar alimento y agua.
7. Depresión con temperatura <37° C
Conclusiones.
Esta pequeña revisión sobre la cuarentena de ratas y ratones para su uso en investigaciones toxicológicas permitirá al personal que trabaja en los bioterios constar con una guía práctica que resuma los aspectos fundamentales a medir y las condiciones a tener en cuenta para una etapa de cuarentena eficiente, por lo cual se hace necesario mantener en adecuadas condiciones de tenencia, salud, alimentación y manejo en la etapa de cuarentena a ratas y ratones para garantizar la entrega de animales aptos que serán posteriormente utilizados en estudios toxicológicos.
Bibliografía
1. WEINBERG AN, WEBER DJ. Animal-Associated Human Infections. Infectious Disease Clinics of North America 1991; 5:1-181.
2. Biosafety in Microbiological and Biomedical Laboratories. 3rd ed. Centers for Disease Control and National Institutes of Health.. DHHS Pub. No. (CDC) 93-8395. Washington, D.C:U.S. Department of Health and Human Services; 1993.p.156-177.
- ARENCIBIA DF, ROSARIO LA. El ratón como biomodelo en los ensayos de genotoxicidad, resumen de resultados finales del estudio, dos años de experiencias, Instituto Finlay, Cuba. Retel 2010; 27(1):1-8.
- ARENCIBIA DF, ROSARIO LA. Frecuencia espontánea e inducida de anomalías en la morfología de la cabeza del espermatozoide en ratas Sprague Dawley. RevistaCiencias.com 2010; 2:1-5.
- MICHAEL FW. International Index of Laboratory Animals, 6th ed. Giving the location and status of over 7,000 stocks of laboratory animals throughout the world. Festing, PO Box 301 Leicester, LE1 7RE, UK; 1993.p.215-238.
- OLFERT ED, CROSS BM. Guide to the Care and Use of Experimental Animals, Volume 1. 2nd ed. McWilliam AA, eds. Ontario, Canada: Canadian Council on Animal Care; 1993.p.201-211.
- Cost Analysis and Rate Setting Manual for Animal Resource Facilities. Animal Resources Program (ARP), Division of Research Resources (DRR), National Institutes of Health(NIH). 1979 revised. NIH Pub. No. 80-2006. Washington, D.C.: U.S. Department of Health, Education and Welfare; 2006.p.104-115.
- ORLANS FB, SIMMONDS RC. Effective Animal Care and Use Committees. Dodds WJ, eds. Published in collaboration with the Scientists Center for Animal Welfare. In Laboratory Animal Science 1987; 2(Special Issue):58-69.
- BENNETT BT, BROWN MJ, SCHOFIELD JC. Essentials for Animal Research: A Primer for Research Personnel. Beltsville, MD: National Agricultural Library;1994.p.111-126.
- ANDREWS EJ, WARD DC. Spontaneous Animal Models of Human Disease. Altman NH, eds. Vol 1 and Vol. 2. New York: Academic Press; 1979.p.322-324.
- HERNÁNDEZ T, ARENCIBIA DF, LÓPEZ Y, ROSARIO LA. Tres procedimientos a tener en cuenta en los estudios de toxicología de la fertilidad, peri y postnatales en ratas. Retel 2010; 28(3):28-36.
- MORENO E, ARAUJO MA, ALARCÓN M, LUGO A, MORENO S, BORGES R. Alteraciones hematológicas y de glucosa sanguínea en ratas Wistar con infección chagásica aguda, durante la gestación. Invest. Clín 2007; 48(2):187-198.
- HARKNESS J, WAGNER J. Procesos Específicos. Biología y clínica de conejos y roedores. Zaragoza: Acribia; 1997.p.102-103.
- MARK J, SHAYNE G. Animal Models in toxicology. Chapter 2 y 3. The Mice and Rats. Toxicology. Second edition. New York (U.S.A): Published by Shayne C. Gad and Taylor & Francis Group, LLC; 2007.p.120-193.
- DURÁN JM, RETAMAL N, MORATIEL R. pH: concepto, medida y aplicaciones en agricultura y medioambiente. © Copyright Infoagro Systems, S.L. www.INFOAGRO.com 2007; 2:1-15.
- CUNNINGHAM J. Fisiología Veterinaria. Fisiología intestinal y metabolismo. Editorial: Elsevier/Saunders. Primera Edición; 2005.p.346-378.
- PRICE M. The Care of domestic Rats (Rattus Norvegicus domesticated). S.A. Rat Fan Club R.A.S.C.A.L.S. rescue. R.A.S.C.A.L.S. www.rattyrascals.co.za; 2004.p.1-10.
- Canadian Council on Animal Care. Manual sobre el cuidado y uso de los animales de experimentación. El Ambiente. Capítulo 3. CCPA. Volumen 1. 2nda edición; 1998.p.67-89.
- ROMANOVSKY AA, IVANOV AI, SHIMANSKY YP. Selected contribution: Ambient temperatura for experiments in rats: A new method for determining the zone of thermal neutrality. J. Appl. Physiol 2002; 92:2667-2679.
- MULLER PJ, VERNIKOS J. Effect of environmental temperature on the toxicity of caffiene and dextroamphetamine in mice. J. Pharmacol. Exp. Ther 1970; 171:153-158.
- Resolución SENASA. Requisitos, condiciones y procedimientos para la habilitación técnica de laboratorios que posean bioterios de producción, mantenimiento y local de experimentación. Informe de campo. Informe analítico. Resolución (SENASA) 617/02. Del 18/7/2002. B.O 2002; 24/7:68-81.
- JESÚS R, QUINTERO Z. Influencia de diferentes niveles de intensidad de la luz sobre algunos parámetros reproductivos en ratones NMRI. Revista Científica FCV-LUZ 2001; 11(5):403-407.
- PINTO J, WANDERLEY V, AGUIAR Á, BARATELLA L, EVENCIO J. Análisis ultraestructural de la influencia de la pinealectomía y ausencia de luz sobre el colágeno en el endometrio de ratas. Int. J. Morphol 2003; 21(3):231-235.
- SOMMER C, MONROY J, CANDELARIA P, GORTARI P. Effect of the light-dark cycle over the male rats growth under different nutrition conditions. Arch. latinoam. nutr 1996; 46(1):63-66.
- BENNETT BT, BROWN MJ, SCHOFIELD JC. Elementos Esenciales Para Investigación Animal. Capítulo3. Segunda Edición. Biblioteca Universitaria Rauól Rangel Frióas UANL y The National Agriculture Library USDA. Estados Unidos Americanos: Washington, D.C; 2000.p.50-58.
- SHANELLE K, TALAL CH, MIN Z. CaMKIV contribution and the fear to the lesions induced by ultrasonics vocalizations in mature mice. Molecular Pain 2005; 1:1-10.
- JENNIGS M, BATCHELOR GR, BRAIN PF, DICK A, ELLIOTT H. Refining rodent husbandry, the Mouse. Report of the rodent Refinement working party. Lab Anim 1998; 32:364-368.
- ARENCIBIA DF, PARDO B, GÁMEZ R. Consideraciones Importantes Acerca de la Cuarentena de Perros como Biomodelos Experimentales en Toxicología. REDVET 2008; 9(12):1-16.
- Reglamentación para bioterios de Laboratorios elaboradores de especialidades Medicinales y/o de análisis para terceros. N° 1-47-1110-379-96-2. DISPOSICIÓN (ANMAT) 1997; 6344:1-5.
- MOLZON J, MOCCHETTO R, AVILA S, JODOIN L, REYES M, DE PINTO N, GARCÍA S, CASTEJÓN E, BENAIM M, POOT M. Guía de verificación de buenas prácticas de manufactura. GT/BPM/OMS. Revista OPS 2003; (Especial), mayo: 1-91.
- DE LA TORRE A, FIGUEROA JM, MARTÍNEZ L. El código de ética en la experimentación animal no puede ser letra muerta. Anua Tox 2001; 1(1):140-145.
- SECAL A. Recomendaciones para la Eutanasia de los Animales de Experimentación. Lab Anim 1996; Parte I: 293-316.
- SECAL B. Recomendaciones para la Eutanasia de los Animales de Experimentación. Lab Anim 1997; Parte II: 1-32.















Últimos comentarios